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Les incrétines polypeptide insulinotrope dépendant du glucose (GIP) et le peptide analogue au glucagon 1 (GLP-1) induisent des réponses à l'insuline qui sont proportionnelles à l'apport en nutriments pour faciliter la tolérance au glucose1. Le récepteur GLP-1 (GLP-1R) est une cible médicamenteuse établie pour le traitement du diabète et de l'obésité2, tandis que le potentiel thérapeutique du récepteur GIP (GIPR) fait l'objet de débats. Le tirzepatide est un agoniste à la fois du GIPR et du GLP-1R et est un traitement très efficace pour le diabète de type 2 et l'obésité3,4. Cependant, bien que le tirzepatide active le GIPR dans les lignées cellulaires et les modèles de souris, il n'est pas clair si ou comment le double agonisme contribue à son bénéfice thérapeutique. Les cellules bêta des îlots expriment à la fois le GLP-1R et le GIPR, et la sécrétion d'insuline est un mécanisme établi par lequel les agonistes des incrétines améliorent le contrôle glycémique5. Ici, nous montrons que dans les îlots de souris, le tirzepatide stimule la sécrétion d'insuline principalement par le GLP-1R, en raison d'une puissance réduite au niveau du GIPR de souris. Cependant, dans les îlots humains, l'activité antagoniste du GIPR diminue systématiquement la réponse insulinique au tirzepatide. De plus, le tirzepatide augmente la sécrétion de glucagon et la sécrétion de somatostatine dans les îlots humains. Ces données démontrent que le tirzepatide stimule la sécrétion hormonale des îlots humains par les deux récepteurs des incrétines.

L'axe des incrétines est responsable de la majeure partie de la sécrétion d'insuline postprandiale chez les humains en bonne santé, et la perte de l'effet des incrétines contribue à une altération du contrôle glycémique chez les personnes atteintes de diabète de type 26. Sur la base de ces caractéristiques, l'axe des incrétines continue d'être une cible attrayante pour le développement de médicaments, et les agonistes du GLP-1R (GLP-1RA) sont apparus comme des traitements puissants et efficaces pour réduire la glycémie et le poids corporel7. L'évolution continue de cette classe de médicaments a vu le développement de peptides uniques qui activent plusieurs récepteurs, avec des séquences peptidiques d'incrétine conçues pour activer d'autres récepteurs couplés aux protéines G (GPCR)8. Un agoniste monomérique précoce des récepteurs doubles ciblait à la fois le GLP-1R et le GIPR, et la synergie entre les deux systèmes de récepteurs a été initialement signalée il y a 10 ans. Dans les modèles de souris, le double agonisme avait une efficacité supérieure pour la perte de poids et le contrôle de la glycémie par rapport à un GLP-1RA seul9, avec des effets additifs du GIPR proposés pour agir par la signalisation dans les cellules bêta10, les cellules alpha11, le SNC (système nerveux central)12, 13 et adipocytes14. Malgré des études précliniques prometteuses, un essai clinique de 12 semaines utilisant une itération de cet agoniste initial à double incrétine n'a pas démontré de supériorité par rapport à un monoagoniste du GLP-1R15, soulevant des questions sur les stratégies multi-récepteurs chez l'homme.

Le tirzepatide est un agoniste des deux récepteurs des incrétines, conçu à partir de la séquence peptidique du GIP humain (hGIP). Il a une demi-vie moyenne d'environ 5 jours, permettant une administration hebdomadaire5. Le tirzepatide est un agoniste déséquilibré, engageant le GIPR à un degré plus élevé que le GLP-1R dans les systèmes cellulaires en culture. De plus, il a un profil pharmacologique in vitro qui imite la signalisation du GIP natif au niveau du GIPR, mais il est biaisé au niveau du GLP-1R pour favoriser la génération d'AMP cyclique (AMPc) par rapport au recrutement de la β-arrestine16. Dans les essais cliniques, le traitement par tirzepatide a produit une perte de poids et un contrôle glycémique supérieurs par rapport aux GLP-1RA3,17, ce qui suggère que l'agonisme au GIPR et au GLP-1R est bénéfique chez les humains atteints de diabète de type 2. Cependant, malgré des preuves solides que le tirzepatide engage le GIPR dans des essais de liaison à la compétition, des expériences cellulaires utilisant des récepteurs transfectés et des études sur des souris transgéniques, il existe peu de preuves fonctionnelles que le tirzepatide active directement le GIPR chez l'homme dans le cadre de son effet pharmacologique substantiel.

Nous rapportons ici les résultats d'expériences avec le tirzepatide dans les îlots primaires, une approche expérimentale particulièrement adaptée pour évaluer si le tirzepatide active directement le GIPR chez l'homme. L'activité des récepteurs des incrétines des cellules bêta entraîne la sécrétion d'insuline, un composant essentiel de la réponse antidiabétique aux agonistes du GLP-1R ou du GIPR10,18. De plus, la cellule bêta est l'un des rares types de cellules qui expriment les deux récepteurs d'incrétine, fournissant un modèle pour tester l'importance relative de la signalisation GIPR par rapport à la signalisation GLP-1R. La séquence GLP-1 est conservée dans les espèces de rongeurs et humaines, tandis que la séquence GIP diffère d'une espèce à l'autre. Le tirzepatide est conçu à partir de la séquence hGIP5. Fait important, hGIP a une puissance réduite au mGIPR19, et il a été suggéré que le tirzepatide a également une puissance réduite au mGIPR20. Par conséquent, notre enquête initiale visait à fournir une analyse complète de la puissance du tirzepatide au mGIPR afin d'identifier les limites potentielles de l'utilisation de modèles de souris pour étudier les actions du tirzepatide. Nous avons évalué l'engagement cible de mGIP, hGIP et tirzepatide au mGIPR avec quatre approches complémentaires : (1) essais de liaison de ligand ; (2) recrutement de GαS ; (3) activation de la protéine G ; et (4) génération d'AMPc (tableau 1). Dans l'ensemble, le profil affinité-puissance du tirzepatide était 3 à 60 fois plus faible par rapport au mGIP au mGIPR, avec une puissance similaire ou légèrement réduite par rapport au GLP-1 au mGLP-1R (tableau de données étendu 1). Des mesures antérieures de l'activation du tirzepatide des récepteurs des incrétines humaines ont démontré une puissance accrue à hGIPR par rapport à hGLP-1R16. Sur la base de ces premières études, il a été conclu que le tirzepatide agit sur le hGIPR de la même manière que le hGIP natif, mais engage le hGLP-1R avec des paramètres qui diffèrent du GLP-1 natif. Cependant, ce profil semble différer pour les interactions du tirzepatide avec les récepteurs des incrétines de souris ; par exemple, le tirzepatide et le GLP-1 se comportent de manière similaire au mGLP-1R, tandis que le tirzepatide est moins puissant au mGIPR que le mGIP. Cela suggère que l'activité déséquilibrée du tirzepatide peut en fait favoriser la signalisation GLP-1R dans les cellules bêta murines et suggère la prudence lors de l'utilisation du composé dans des expériences avec des modèles de souris.

Pour aborder l'importance fonctionnelle du tirzepatide au niveau de chaque récepteur d'incrétine, nous avons étudié l'effet des approches de perte de fonction sur la sécrétion d'insuline chez la souris. Nous avons d'abord utilisé des îlots isolés de souris avec une délétion sélective du Gipr dans les cellules bêta en combinaison avec l'exendine (9-39) antagoniste du GLP-1R (Ex9). Le tirzepatide a stimulé la sécrétion d'insuline de manière concentration-dépendante (0–100 nM) dans les îlots témoins (Fig. 1a). Cependant, par rapport aux îlots témoins, les îlots inactivés Gipr des cellules bêta sécrétaient plus d'insuline en réponse au tirzépatide (Fig. 1a), tandis que l'Ex9 bloquait complètement la sécrétion d'insuline en réponse au tirzépide dans les îlots témoins et inactivés (Fig. 1a). Nous avons estimé que la réponse améliorée dans les îlots knock-out était attribuée à une amélioration compensatoire de la signalisation GLP-1R qui a déjà été décrite dans divers modèles de knock-out GIPR10,21,22. Pour contourner ce problème, nous avons ensuite utilisé un antagonisme pharmacologique aigu des récepteurs des incrétines dans les îlots de souris. Nous avons appliqué un antagoniste du GIPR à action prolongée récemment validé23, qui a empêché la baisse du glucose en réponse à un agoniste du GIPR acylé chez des souris de type sauvage (Extended Data Fig. 1a). L'antagonisme du GLP-1R avec Ex9 a empêché la sécrétion d'insuline en réponse au tirzepatide, alors que la présence d'un antagoniste du GIPR n'a eu aucun effet sur la sécrétion d'insuline stimulée par le tirzepatide, seul ou en association avec Ex9 (Fig. 1b). Ces résultats suggèrent que le tirzepatide agit principalement via le GLP-1R pour stimuler la sécrétion d'insuline dans les îlots de souris. Pour déterminer les conséquences de ces résultats sur la tolérance au glucose, nous avons prétraité des souris avec des antagonistes acylés du GLP-1R24 ou du GIPR, seuls ou en association, suivis de tirzepatide et d'un test de tolérance au glucose intrapéritonéal (IPGTT) (Fig. 1b). Nous avons utilisé 3 nmol kg–1 de tirzepatide, identifié comme une dose maximale pour l'abaissement du glucose chez les souris de type sauvage (Extended Data Fig. 1b), pour fournir une opportunité d'activité aux deux récepteurs d'incrétine. Avant l'administration de glucose, le tirzepatide réduisait la glycémie à jeun, ce qui était prévenu par l'antagonisme du GLP-1R mais pas du GIPR (Fig. 1c). Le tirzépatide a fortement abaissé la glycémie pendant l'IPGTT, un effet qui a été complètement bloqué par l'antagonisme du GLP-1R (Fig. 1d) ou lorsque les expériences ont été menées chez des souris Glp1r-knockout (Extended Data Fig. 1c). En comparaison, l'antagonisme du GIPR n'a pas modifié les actions de 3 nmol kg –1 de tirzepatide pour réduire la glycémie ni influencé l'effet de l'antagoniste du GLP-1R sur la tolérance au glucose (Fig. 1d). Il a été démontré que des doses plus élevées de tirzepatide montrent une activité au GIPR5, nous incitant à répéter ces expériences en utilisant 30 nmol kg–1 de tirzepatide. Nous avons constaté que l'antagonisme du GLP-1R ne bloquait que partiellement les effets hypoglycémiants du tirzepatide (Extended Data Fig. 1c). De plus, alors que l'antagonisme GIPR seul n'a pas réussi à prévenir les effets de cette dose plus élevée de tirzepatide, un effet combiné des deux antagonistes a été observé, empêchant la baisse du glucose en réponse au tirzepatide. Ces données concordent avec les résultats précédents qui montrent que le tirzepatide peut engager le mGIPR mais nécessite des doses élevées pour le faire chez la souris.

a, des îlots de souris de souris témoins et de souris présentant une délétion spécifique aux cellules bêta du Gipr (Gipr-β-cell-/-) ont été perfusés avec des concentrations croissantes de tirzepatide (TZP) (0-100 nM) avec ou sans Ex9 à une concentration de 1 μM commençant à la minute 28. L'iAUC a été calculée pour TZP en utilisant la valeur à la minute 42 comme ligne de base. n = 5 pour tous les groupes. b, les îlots de souris ont été perfusés avec des concentrations croissantes de TZP (0 à 100 nM) en présence d'Ex9, d'un antagoniste du GIPR (fourmi GIPR) ou d'une combinaison des deux. Tous les antagonistes ont été utilisés à des concentrations de 1 μM à partir de la minute 28. L'iAUC a été calculée pour TZP en utilisant la valeur à la minute 42 comme ligne de base. Fourmi PBS et GIPR, n = 4 ; Ex9 et Ex9 + fourmi GIPR, n = 5. c, Glycémie après un jeûne de 5 h, juste avant l'administration de glucose. Les antagonistes ont été administrés 2 h avant et le TZP a été administré 1 h avant. n = 8 pour tous les groupes. d, Glycémie au cours de l'IPGTT. L'iAUC a été calculée en utilisant la valeur de la glycémie à jeun. Fourmi PBS, TZP et TZP + GIPR, n = 8 ; TZP + fourmi GLP-1R et TZP + fourmi GLP-1R/GIPR, n = 7. Toutes les valeurs sont moyennes ± sem Les tests statistiques étaient une ANOVA à deux voies avec le test post-hoc de Tukey (a) et une ANOVA à une voie avec le post test hoc (b–d).

Données source

Le tirzepatide favorise le GLP-1R par rapport au GIPR au niveau des récepteurs des incrétines de souris, alors que l'inverse a été rapporté pour la puissance relative des récepteurs des incrétines humaines, pour lesquels l'activité du tirzepatide est inclinée vers le GIPR5,16. Bien que nos études chez la souris suggèrent que le tirzepatide stimule la sécrétion d'insuline principalement par le GLP-1R, la différence d'espèce dans la pharmacologie des récepteurs peut limiter l'extension de cette interprétation aux humains25,26. Par conséquent, nous avons ensuite déterminé quel récepteur d'incrétine tirzepatide utilise pour stimuler la sécrétion d'insuline dans des îlots isolés de donneurs humains. Nous avons utilisé 30 nM de tirzepatide pour nous aligner sur les concentrations précédemment publiées5. Dans une expérience menée auprès d'un seul donneur représentatif, l'antagonisme du GLP-1R n'a pas réussi à réduire la sécrétion d'insuline stimulée par le tirzepatide, tandis que l'antagonisme du GIPR a réduit la sécrétion d'insuline d'environ 55 % (Fig. 2a). En raison de la variabilité de donneur à donneur associée aux échantillons humains, nous avons répété ce protocole dans des ensembles supplémentaires d'îlots d'humains qui couvraient une gamme d'IMC, d'âge et de % d'HbA1C, et comprenaient des donneurs des deux sexes (tableau de données étendu 2). Dans ces études, l'effet de l'antagonisme du GLP-1R variait selon les préparations d'îlots, ne parvenant pas à réduire la sécrétion d'insuline stimulée par le tirzepatide dans près de la moitié des expériences (Fig. 2b), alors que l'antagonisme du GIPR diminuait systématiquement la sécrétion d'insuline stimulée par le tirzepatide dans tous les cas. ensembles de donneurs (Fig. 2b). Lorsque toutes les préparations d'îlots sont moyennées et exprimées en pourcentage de réduction par rapport aux conditions de contrôle, l'antagonisme GLP-1R seul n'a pas réduit de manière significative la sécrétion d'insuline, probablement en raison du degré élevé de variabilité entre les différents donneurs (Fig. 2c). Cependant, l'antagonisme GIPR seul a diminué la sécrétion d'insuline stimulée par le tirzepatide par rapport à la fois à l'antagonisme PBS et GLP-1R. Enfin, l'addition des deux antagonistes n'a pas produit d'effet différent de l'antagonisme GIPR seul. Un résultat similaire a été observé lors de l'utilisation de hGIP (3-30) (Extended Data Fig. 2), un antagoniste GIPR différent qui a été précédemment caractérisé27. Nous concluons de ces études que les effets insulinotropes du tirzepatide sont médiés par les deux récepteurs, mais que la contribution de chaque récepteur variait d'un donneur à l'autre ; il n'y avait aucune corrélation avec les caractéristiques disponibles du donneur ou le taux de sécrétion d'insuline stimulée par le glucose. En outre, l'antagonisme du GIPR a réduit la sécrétion d'insuline stimulée par le tirzepatide dans chaque ensemble d'îlots, démontrant que l'activité au niveau du GIPR est nécessaire pour que le tirzepatide stimule la sécrétion d'insuline dans des îlots humains isolés.

a, périfusion d'îlots d'un ensemble d'îlots humains. La sécrétion d'insuline a été mesurée en réponse à 30 nM de tirzepatide en présence d'Ex9 (1 μM), d'un antagoniste du GIPR (GIPR ant) ou des deux. n = 3 par groupe. b, valeurs iAUC pour la sécrétion d'insuline en réponse au tirzepatide dans huit ensembles individuels d'îlots humains. La ligne pointillée indique le niveau de sécrétion d'insuline stimulée par le glucose avant la stimulation par le tirzepatide. n = 3 par groupe. c, données récapitulatives des huit expériences sur des îlots humains. Chaque expérience individuelle a été moyennée pour produire un point de données unique pour chaque condition et exprimée en valeur relative par rapport aux conditions de contrôle. Les expériences individuelles ont des lignes de connexion. n = 8. Toutes les valeurs sont moyennes ± sem Le test statistique était une ANOVA unidirectionnelle avec le test post-hoc de Tukey (b,c).

Données source

Ensuite, nous avons tiré parti des actions connues des récepteurs des incrétines des îlots sur la sécrétion de glucagon par les cellules alpha en tant qu'approche orthogonale pour évaluer la contribution relative du tirzepatide à chaque récepteur. L'agonisme du GLP-1R a des actions bien établies pour réduire la sécrétion de glucagon dans les îlots humains isolés28 et in vivo29, tandis que l'agonisme du GIPR augmente la sécrétion de glucagon dans les modèles précliniques11 et chez l'homme30. Fait intéressant, la combinaison du GLP-1 et du GIP sur la sécrétion de glucagon est rapportée soit pour compenser31,32,33 soit pour diminuer les niveaux de glucagon34. Des études montrant que les actions combinées des deux agonistes des récepteurs des incrétines diminuent la sécrétion de glucagon suggèrent que les actions inhibitrices de l'agonisme du GLP-1R l'emportent sur les actions stimulatrices de l'agonisme du GIPR. Dans des îlots humains isolés, nous avons confirmé que le hGIP stimulait la sécrétion de glucagon, que le GLP-1 diminuait la sécrétion de glucagon et que la combinaison des deux peptides se compensait pour produire un taux de sécrétion de glucagon correspondant aux niveaux non stimulés (Fig. 3a). De plus, nous avons constaté que le tirzepatide produisait une augmentation similaire de la sécrétion de glucagon par rapport à des concentrations molaires égales de hGIP dans un seul ensemble d'îlots humains donneurs (Fig. 3b). Fait intéressant, une stimulation ultérieure avec hGIP et tirzepatide a réduit les effets sur la sécrétion de glucagon, suggérant un degré de désensibilisation, bien que seul le tirzepatide ait produit un effet significatif (Fig. 3b). De plus, nous avons pu démontrer que l'antagonisme du GIPR, mais pas du GLP-1R, bloquait complètement la capacité du hGIP ou du tirzepatide à stimuler la sécrétion de glucagon (Extended Data Fig. 3). Il convient de noter que la sécrétion de glucagon dans différents ensembles de donneurs d'îlots humains était cohérente. Dans tous les ensembles d'îlots, le tirzepatide a systématiquement augmenté la sécrétion de glucagon, bien que l'ampleur de la sécrétion de glucagon ait varié selon les donneurs (Fig. 3c). Cette découverte démontre l'activité robuste du tirzepatide au niveau du GIPR des cellules alpha qui l'emporte sur les actions inhibitrices produites par l'agonisme du GLP-1R et fournit une preuve supplémentaire que le tirzepatide a une activité importante au niveau du GIPR dans les îlots humains. Nous avons précédemment montré que l'activité GIPR dans les cellules alpha potentialise la sécrétion de glucagon stimulée par les acides aminés dans les îlots de souris11, et ici nous avons trouvé la même interaction entre hGIP et les acides aminés dans les îlots humains en utilisant des concentrations d'acides aminés trouvées dans l'état postprandial (Extended Data Figure 4)11, nous incitant à nous demander si l'engagement du tirzepatide du GIPR dans les îlots humains améliore également l'effet des acides aminés sur la sécrétion de glucagon. Fait intéressant, nous avons constaté que l'effet du tirzepatide sur la sécrétion de glucagon était indépendant de la concentration de glucose ou de la présence d'acides aminés (Fig. 3d), suggérant un mécanisme divergent de hGIP dans les cellules alpha. Enfin, nous avons constaté que le tirzepatide augmentait systématiquement la sécrétion de somatostatine (Fig. 3e), suggérant un engagement avec les cellules ẟ qui est cohérent avec l'activité à la fois du GIPR et du GLP-1R35,36. Ensemble, nos travaux montrent que le tirzepatide produit une augmentation des trois principales hormones des îlots, affichant une activité fonctionnelle au niveau des deux récepteurs des incrétines dans les îlots humains.

a, sécrétion de glucagon à partir d'îlots humains stimulés avec 30 nM de hGIP ou de GLP-1 individuellement (minutes 8 à 24) ou ensemble (minutes 32 à 50) dans des conditions de glucose de 16 mM. L'iAUC a été calculée pour les effets individuels des peptides (minutes 8 à 24) et les effets combinés (minutes 32 à 50) en utilisant la valeur du premier point dans le temps comme ligne de base. GIP, n = 4 ; GLP-1, n = 6 ; GIP + GLP-1, n = 10. b, sécrétion de glucagon à partir d'îlots humains traités avec 30 nM de hGIP ou de tirzepatide (TZP) dans des conditions de glucose de 16 mM. L'iAUC a été calculée en utilisant les minutes 24 et 54 comme valeurs de référence pour la première et la deuxième stimulation, respectivement. n = 3 pour tous les groupes. c, sécrétion de glucagon en réponse à 30 nM de TZP dans huit groupes de donneurs individuels d'îlots humains dans des conditions de glucose de 16 mM. Le résumé de ces expériences est présenté sous la forme des valeurs moyennes des minutes 55 à 65. L'induction de pli sur l'axe y droit a été calculée en utilisant les valeurs de base du glucagon des minutes 35 à 45. n = 3 pour chaque donneur, n = 8 pour les données récapitulatives. d, sécrétion de glucagon dans des îlots humains (donneur R464) stimulée avec TZP (30 nM) à 2,7 mM de glucose (2,7 G) ou 10 mM de glucose (10 G), avec ou sans 3 mM d'alanine. n = 3. e, concentrations de somatostatine à partir d'échantillons groupés prélevés à partir d'échantillons de base ou pendant la stimulation TZP. n = 3. Toutes les valeurs sont moyennes ± sem Les tests statistiques étaient une ANOVA à une voie avec le test post-hoc de Tukey (a), une ANOVA à deux voies avec le test post-hoc de Sidak (b), un test t apparié (c,d) et test t non apparié (e).

Données source

En résumé, ces résultats fournissent plusieurs avancées importantes dans notre compréhension de la pharmacologie du tirzepatide. Premièrement, les actions insulinotropes du tirzepatide dans les îlots humains dépendent de l'activité du GIPR. Cela répond directement aux questions de savoir si le tirzepatide est simplement un agoniste plus puissant du GLP-1R et si l'activation du GIPR contribue aux résultats métaboliques. L'utilisation de la sécrétion d'insuline comme lecture dans les îlots humains primaires fournit une plate-forme pour interroger cette question dans un système qui est intimement lié aux avantages glycémiques du tirzepatide. Bien que cette ligne d'investigation soit mieux entreprise avec des études in vivo chez l'homme avec et sans diabète, la pharmacocinétique étendue rend les études aiguës avec le tirzepatide dirigées sur la fonction des cellules bêta difficiles à concevoir. En effet, l'idée que les actions insulinotropes du GIP sont absentes chez les sujets atteints de T2D29 a bloqué le développement des agonistes du GIPR comme traitement de l'hyperglycémie. Cependant, les preuves émergentes exigent que cette idée soit reconsidérée. Premièrement, une étude récente a montré que l'antagonisme GIPR réduit la sécrétion d'insuline lors d'un test de tolérance aux repas chez des sujets atteints de DT237,38. Cette observation met en évidence que le GIP endogène est essentiel même dans le diabète de type 2, suggérant des agents pharmacologiques prometteurs qui ciblent le GIPR. Deuxièmement, une diminution efficace du glucose chez les sujets atteints de diabète de type 2 pendant 4 semaines améliore les actions insulinotropes du GIP et du GLP-1 (réf. 39, 40). Par conséquent, il est possible que l'activité relative du tirzepatide au niveau du GLP-1R et du GIPR puisse varier chez les sujets avec et sans diabète ainsi qu'avec le degré d'hyperglycémie. En fait, nos données démontrent que même à travers les îlots de donneurs non diabétiques, la contribution relative du GLP-1R par rapport au GIPR aux actions insulinotropes du tirzepatide varie. Ceci n'est pas surprenant compte tenu de l'observation selon laquelle la sensibilité des cellules bêta au GLP-1 chez les sujets sains varie jusqu'à dix fois41. Par conséquent, une explication potentielle de l'efficacité accrue du tirzepatide sur le contrôle glycémique par rapport au monoagoniste GLP-1RA est que le ciblage des deux récepteurs des incrétines maintient une certaine activité insulinotrope même chez les sujets relativement insensibles au GLP-1. Le test de ces hypothèses mérite des efforts futurs, tout comme le réexamen de la littérature précédente qui a montré des attributs positifs de l'agonisme GIPR pour la fonction des cellules bêta10,42,43.

Une deuxième observation importante est que le tirzepatide a une activité plus faible par rapport au mGIP au niveau du mGIPR. Dans nos études, l'antagonisme du GIPR n'a pas affecté la sécrétion d'insuline stimulée par le tirzepatide ni le contrôle glycémique au cours d'un IPGTT à des doses de 3 nmol kg–1, que nous avons identifiées comme maximales pour l'abaissement du glucose chez la souris. Cependant, conformément à nos données sur la pharmacologie des récepteurs, l'augmentation de la dose à 30 nmol kg–1, soit dix fois plus que les doses maximales de nos études, montre que le tirzepatide a une activité insulinotrope chez les souris Glp1r-/- ou en présence d'un GLP -1R antagoniste5, démontrant que le tirzepatide peut engager le GIPR dans les cellules bêta de souris à des concentrations suffisamment élevées. De plus, le tirzepatide améliore la sensibilité à l'insuline chez les souris Glp1r-/- d'une manière qui est phénocopiée par le monoagonisme GIPR14, soutenant l'activité du tirzepatide au niveau du mGIPR. Par conséquent, il ne s'agit pas de savoir si le tirzepatide peut activer le mGIPR, mais plutôt quelles doses de tirzepatide sont nécessaires pour le faire. Une considération importante est que les schémas d'expression des récepteurs des incrétines peuvent déterminer la relation dose-réponse au tirzépatide. Dans les cellules bêta, qui expriment les deux récepteurs des incrétines, le tirzepatide est plus puissant au niveau du GLP-1R, limitant l'activité au niveau du GIPR avec des doses plus faibles. Des doses plus élevées de tirzepatide peuvent permettre l'engagement du mGIPR, mais il n'est pas clair si ces doses élevées modifient l'effet du rapport de l'activité GLP-1R:GIPR, ce qui risque de confondre l'interprétation des résultats. A l'inverse, il se peut que des types cellulaires n'exprimant qu'un seul récepteur (comme le tissu adipeux, qui ne fabrique que le GIPR) ou certaines populations neuronales soient moins affectés par des doses plus élevées de tirzepatide. Dans l'ensemble, nos résultats chez la souris mettent en évidence les limites de l'utilisation de modèles de souris pour étudier le tirzepatide, nécessitant une conception expérimentale et une interprétation minutieuses des données chez cette espèce.

Une dernière conclusion importante de ces études est l'augmentation robuste de la sécrétion de glucagon induite par le tirzepatide. Cette découverte correspond à l'ensemble de la littérature qui démontre que l'activité GIPR dans les îlots stimule la sécrétion de glucagon11. Notre découverte selon laquelle le tirzepatide augmente la sécrétion de glucagon dans les îlots isolés démontre non seulement une activité significative au niveau du GIPR, mais fournit également la preuve que le tirzepatide peut surmonter l'activité au niveau du GLP-1R sur la sécrétion de glucagon dans les îlots humains. Nos études évaluent directement l'effet du tirzepatide sur la sécrétion de glucagon, mais les essais cliniques avec le tirzepatide ont rapporté des réductions à la fois du glucagon à jeun et de la réponse du glucagon à la suite d'une provocation avec repas mixtes17. Bien que ces données semblent contredire notre observation selon laquelle le tirzepatide stimule l'activité des cellules alpha, il est important de noter que le profil métabolique des sujets du bras tirzepatide s'est considérablement amélioré au cours de la période de 28 semaines, ce qui complique les interprétations. En effet, un stress métabolique accru augmente l'activité des cellules alpha et bêta de manière compensatoire, augmentant à la fois les niveaux d'insuline et de glucagon à jeun et stimulés. Inversement, les réductions de poids corporel et les améliorations du contrôle glycémique diminueront l'activité compensatoire des cellules alpha et bêta, réduisant les niveaux d'insuline et de glucagon. Par exemple, les sujets traités par le tirzepatide ont également montré une réduction des niveaux d'insuline à jeun et stimulée, des données qui n'ont pas permis de conclure que le tirzepatide inhibe la sécrétion d'insuline. Les implications de la sécrétion de glucagon stimulée par le tirzepatide justifient une enquête plus approfondie, mais suggèrent de nouvelles hypothèses centrées sur les avantages métaboliques potentiels de l'agonisme du glucagon. Ceci est particulièrement intéressant car les agonistes multi-récepteurs de nouvelle génération qui intègrent l'agonisme des récepteurs du glucagon se sont révélés extrêmement prometteurs pour la perte de poids et le contrôle glycémique, y compris les triagonistes pour le GLP-1R, le GIPR et le GCGR44,45.

Nos études dans des îlots humains isolés démontrent clairement une action robuste du tirzepatide au GIPR, à la fois dans les cellules bêta et les cellules alpha. Il est important de noter que bien que les îlots humains que nous avons utilisés proviennent de donneurs présentant un large éventail de caractéristiques métaboliques, nous n'avons pas eu la possibilité d'inclure des îlots de donneurs atteints de diabète de type 2. En outre, les îlots isolés fournissent un système fermé qui n'intègre pas toute la gamme de régulation présente dans la physiologie systémique et peut ne pas récapituler avec précision des détails supplémentaires tels que le débit sanguin ou les concentrations de peptides libres, soulignant certaines des limites de ce modèle. Il est donc important d'étendre ces études à des sujets humains utilisant de puissants inhibiteurs des récepteurs des incrétines. Cependant, les données présentées ici démontrent clairement que dans les îlots humains isolés, le tirzepatide nécessite le GIPR pour stimuler à la fois la sécrétion d'insuline et de glucagon.

Les cellules HEK293T ont été maintenues à 37 °C dans 5 % de CO2 et cultivées dans du DMEM (n° cat. 11995073 ; Life Technologies) additionné de 10 % de sérum bovin fœtal inactivé par la chaleur (FBS, n° cat. 10500064 ; Life Technologies), 100 UI ml–1 de pénicilline et 100 μg ml–1 de solution de streptomycine (pénicilline-streptomycine, cat. n° P4333 ; Sigma–Aldrich). Alors qu'elles étaient encore en phase logarithmique, les cellules HEK293T (700 000 par puits) ont été ensemencées dans des plaques à 6 puits (n° de catalogue 10234832 ; Fisher Scientific GmbH) dans du DMEM (10 % FBS, 1 % pénicilline-streptomycine). Vingt-quatre heures après avoir atteint 70 % de confluence, des transfections transitoires ont été réalisées en utilisant la Lipofectamine 2000 (cat. n° 11668019 ; Invitrogen) selon le protocole du fabricant. Vingt-quatre heures après la transfection, les cellules HEK293T ont été lavées avec du PBS et remises en suspension dans un milieu complet sans rouge de phénol FluoroBrite (n° cat. A1896701 ; Life Technologies) contenant 5 % de FBS et 2 mM de L-glutamine (n° cat. 25030081 ; Gibco). Ensuite, 100 000 cellules par puits ont été étalées dans des plaques LumiNunc en polystyrène blanc à 96 puits revêtues de poly-D-lysine (n° cat. P6403 ; Sigma – Aldrich) (n° cat. 10072151 ; Fisher Scientific). Après 24 h, le milieu a été remplacé par du HBSS (cat. n° 14025092 ; Gibco) contenant 10 μM de coelenterazine-h (cat. n° S2011 ; Promega) ou une dilution au 1/500 de NanoGlo (cat. n° N1110 ; Promega ). Les mesures de BRET ont été prises toutes les minutes à l'aide d'un lecteur de microplaques multimode PHERAstar FS. Les mesures de base ont été prises après une incubation initiale de 5 minutes avec du HBSS contenant de la coelenterazine-h ou NanoGlo, après quoi les cellules ont été traitées avec un véhicule (PBS) ou les ligands respectifs. Les signaux BRET ratiométriques spécifiques au ligand ont été normalisés par rapport au véhicule, produisant le «rapport BRET induit par le ligand»46, suivi d'une normalisation supplémentaire aux lectures de base spécifiques au puits. Les mesures induites par le ligand sur l'échelle temporelle sont représentées comme la mesure ultérieure après le point temporel zéro. Les aires incrémentielles positives ou négatives sous les courbes (+iAUC, -iAUC) ont été calculées le cas échéant. Les courbes concentration-réponse ont été générées par un ajustement logistique à trois paramètres dans Prism 9.0.

Des membranes de cellules HEK exprimant des GLP-1R et des GIPR humains et murins clonés ont été préparées comme décrit précédemment47. Une méthode de liaison compétitive pour quantifier le déplacement des radioligands iodés GLP-1 et GIP vers leurs récepteurs apparentés a été réalisée comme décrit dans la réf. 16, avec les modifications suivantes. Le tampon de dosage était composé de 2,5 mM de MgCl2, 1,0 mM de CaCl2, 0,003 % p/v de Tween 20, 0,1 % p/v de bacitracine (USB Corporation) dans 25 mM d'HEPES pH 7,4. Environ 0,05 nM de radioligand (humain/souris [125I]GLP-1(7-36)NH2 et humain [125I]GIP(1-42)OH ; les deux PerkinElmer > 2 200 Ci mmol–1, > 95 % de pureté) ont été ajoutés à peptide dans 100 μl de tampon de dosage (courbes concentration-réponse dans le DMSO, concentration finale de 0,96 %) dans des plaques à 96 puits (réf. 3632 ; Corning). Un tampon de test (100 μl) contenant des membranes qui avaient été préincubées à température ambiante avec des billes WGA-PVT SPA (PerkinElmer) pendant 2 h a été ajouté. Les quantités de membrane et de billes étaient les suivantes : hGLP-1R (0,35 μg de protéines, 0,125 mg de billes), mGLP-1R (0,25 μg de protéines, 0,125 mg de billes), hGIPR (6 μg de protéines, 0,2 mg de billes) et mGIPR (7 μg de protéines , bille de 0,25 mg). Les plaques ont été recouvertes de ruban adhésif (Perkin Elmer), mélangées et incubées pendant 14 à 16 h à température ambiante. Les plaques ont été centrifugées à 200 x g pendant 5 min et la radioactivité liée a été quantifiée à l'aide d'un compteur à scintillation (MicroBeta Trilux, PerkinElmer). La liaison totale était la quantité de radioligand lié en l'absence d'un compétiteur. La liaison non spécifique a été définie par 100 nM de GLP-1(7-36) ou de GIP(1-42)NH2 humain ou de souris. Les valeurs de Bmax pour les radioligands ont été calculées en utilisant la compétition homologue. Les valeurs IC50 pour les peptides concurrents ont été calculées à l'aide de PRISM 7 (GraphPad) et les valeurs Ki ont été calculées à l'aide de la correction de Cheng-Prusoff48.

Les méthodes pour ces dosages ont déjà été décrites16. En bref, pour la liaison des GTPγs, la capacité des ligands à stimuler l'élévation dépendante du récepteur de la sous-unité Gαs liée au GTPγS a été déterminée à l'aide de préparations membranaires provenant de lignées cellulaires clonales de récepteurs à faible densité de récepteurs. Les réactions ont été incubées pendant 30 min à température ambiante dans des plaques de microtitration blanches à fond transparent, et le pourcentage de la réponse maximale a été calculé en utilisant des puits témoins comme référence. Les valeurs EC50 relatives ont été dérivées par analyse de régression non linéaire en utilisant la réponse en pourcentage par rapport à la concentration de ligand et ajustées à une équation logistique à quatre paramètres à l'aide du logiciel GraphPad Prism 7. Pour les dosages d'AMPc, des dosages cinétiques d'AMPc ont été réalisés dans des clones de cellules réceptrices à faible densité transfectés avec le vecteur Glosensor 22 F (Promega). Les cellules ont été équilibrées pendant 5 à 20 min, puis 20 μl de ligand 10 × ont été ajoutés et une évolution temporelle de la luminescence a été collectée. Le ligand (10 ×) a été titré par dilution manuelle en série dans du DMSO, suivie d'une réduction dans le tampon de dosage.

Les détails du protocole général de perfusion ont été décrits précédemment11. En bref, les îlots ont été choisis individuellement pour assurer la cohérence entre les chambres en ce qui concerne à la fois le nombre et la taille. Un total de 75 îlots ont été chargés dans des chambres individuelles et perfusés à un débit constant de 200 µl min–1 en utilisant un tampon glucose Krebs-Ringer-phosphate-HEPES (KRPH) 2,7 mM (NaCl 140 mM, KCl 4,7 mM, CaCl2 1,5 mM, 1 mM NaH2PO4, 1 mM MgSO4, 2 mM NaHCO3, 5 mM HEPES et 0,1 % de BSA sans FA (pH 7,4)) avec 100 μl de Bio-Gel P-4 Media (Bio-Rad). Le débit était basé sur la suggestion du fabricant pour cet équipement. Les modifications des concentrations de glucose sont indiquées dans les figures et les légendes des figures. Les antagonistes ont été utilisés à des concentrations de 1 μM, préalablement établies pour fournir un antagonisme complet. La concentration de tirzepatide a été augmentée de 0 à 100 nM. Les concentrations d'insuline sont exprimées en fonction à la fois du débit et du nombre d'îlots (ng ml–1 × (1/200 μl ml–1) × (1/75 îlots))49. L'iAUC pour le tirzepatide a été calculée à partir des minutes 42 à 80, en utilisant la valeur à la minute 42 comme ligne de base pour chaque échantillon, et est exprimée en fonction du temps (ng/(îlot × min) × min). Les valeurs d'insuline ont été mesurées avec un dosage immunologique de l'insuline Lumit (Promega) à l'aide d'un lecteur de plaque EnVision (PerkinElmer).

Des îlots humains ont été obtenus auprès de l'Alberta Diabetes Institute et du Integrated Islet Distribution Program. Tous les îlots ont été obtenus auprès de donneurs consentants. Les détails du protocole général de perfusion ont été décrits précédemment21 et sont similaires au protocole de perfusion de souris. Pour les expériences de sécrétion d'insuline (Fig. 2), l'iAUC du tirzepatide a été calculée à partir des minutes 42 à 65, en utilisant la valeur à la minute 42 comme ligne de base pour chaque échantillon. Chaque ensemble d'îlots humains se composait de n = 3 pour chaque condition. Celles-ci ont été moyennées pour générer un seul point de données (Fig. 2c). Les valeurs d'insuline ont été mesurées avec un dosage immunologique de l'insuline Lumit (Promega) à l'aide d'un lecteur de plaque EnVision (PerkinElmer). Pour les expériences de sécrétion de glucagon (Fig. 3), les valeurs moyennes de glucagon ont été calculées dans des conditions de contrôle (minutes 35 à 45) et stimulées (minutes 55 à 65). Tous les peptides ont été utilisés à des concentrations de 30 nM sur la base de travaux antérieurs16. Les acides aminés ont été utilisés à des concentrations de 3 mM sur la base de travaux antérieurs11. Le glucagon a été mesuré avec un kit d'immunodosage Lumit Glucagon (réf. CS3037A02 ; Promega) en utilisant un lecteur de plaques EnVision (PerkinElmer). La somatostatine a été mesurée avec un dosage ELISA (cat. n° FEK-060-14 ; Phoenix Pharmaceuticals). Toutes les données sont exprimées en concentration mesurée par rapport au débit et au nombre d'îlots (insuline, ng ml–1 × (1/200 µl ml–1) × (1/75 îlots); glucagon, pM × (1/200 µl ml–1) × (1/75 îlots); somatostatine, pg ml–1 × (1/200 µl ml–1) × (1/75 îlots))49. Des îlots pancréatiques humains et du tissu pancréatique ont été isolés de donneurs décédés sous l'approbation éthique du comité d'éthique de la recherche humaine de l'Université de l'Alberta (Pro00013094, Pro00001754) et obtenus auprès du programme intégré de distribution d'îlots (IIDP) financé par le NIDDK (RRID : SCR _014387) . Toutes les familles des donneurs ont donné leur consentement éclairé pour l'utilisation de tissu pancréatique dans la recherche et n'ont pas été indemnisées financièrement.

Les animaux ont été mis à jeun pendant 5 h avant l'administration intrapéritonéale de 1,5 g kg–1 de glucose. Des antagonistes spécifiques ont été administrés 2 h avant le glucose à des doses de 1 500 nmol kg–1, et le tirzepatide a été administré 1 h avant le glucose, le tout par injection intrapéritonéale. Le glucose a été mesuré avec un glucomètre portatif (Contour Blue, Bayer). La glycémie à jeun a été mesurée au temps 0, 1 h suivant l'administration de glucose. L'AUC a été calculée en utilisant la valeur de glucose à jeun pour chaque animal. Toutes les souris de type sauvage ont été achetées chez Jackson Laboratories (cat. n° 000664) entre 8 et 12 semaines d'âge. Toutes les souris Gipr-knockout des cellules bêta ont été élevées en interne comme décrit précédemment10. Toutes les procédures de souris ont été approuvées et exécutées conformément au comité institutionnel de protection et d'utilisation des animaux de l'Université Duke.

Tous les réactifs décrits ici sont disponibles pour distribution sur demande raisonnable à un auteur correspondant.

La taille des échantillons pour les expériences sur les souris et les cellules était basée sur des calculs de puissance utilisant des données générées précédemment avec un protocole expérimental similaire. Des expériences sur des îlots humains ont été menées en fonction des capacités de l'équipement et de la conception de l'expérience. Le test statistique approprié a été effectué et indiqué dans le tableau ci-dessous pour chaque expérience individuelle. Pour l'ANOVA, des analyses post-hoc de Tukey ont été effectuées pour identifier les différences spécifiques. Pour tous les tests statistiques, une valeur P inférieure à 0,05 a été utilisée pour identifier des valeurs statistiquement différentes. Des tests statistiques spécifiques sont indiqués dans le tableau de données étendu 3, et les résultats sont disponibles pour chaque panel de données dans les fichiers de données brutes supplémentaires. Toutes les valeurs présentées sont des moyennes ± sem

De plus amples informations sur la conception de la recherche sont disponibles dans le résumé des rapports sur le portefeuille Nature lié à cet article.

Toutes les données brutes ont été fournies à la revue et sont disponibles sur demande raisonnable auprès d'un auteur correspondant. Les données sources sont fournies avec ce document.

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KE a été soutenu par un financement du NIH NIDDK (K01 DK132461). MT a été soutenu par un financement de la subvention du Conseil européen de la recherche (ERC)-AdG HypoFlam (695054). TDM a été soutenu pour ce travail par un financement de la Fondation allemande pour la recherche (DFG TRR296, TRR152, SFB1123 et GRK 2816/1), du Centre allemand de recherche sur le diabète (DZD eV) et de l'ERC-CoG (101044445). JEC a été soutenu par un financement du NIH NIDDK (R01 DK123075, DK125353 et DK046492), la Helmsley Charitable Trust Foundation, des subventions initiées par les chercheurs d'Eli Lilly, Novo Nordisk et Proteostasis, et est un boursier Borden. Nous remercions C. Stutsman et C. Corkins pour leur assistance technique. Nous remercions également R. Samms, J. Moyers, M. Coghlan et R. Gimeno pour leur soutien au projet et leurs discussions utiles sur le manuscrit. Enfin, nous sommes reconnaissants aux donateurs pour la possibilité d'utiliser des îlots humains, et remercions P. MacDonald de l'Alberta Diabetes Institute Islet Core ainsi que le Integrated Islet Distribution Program (IIDP) pour avoir fourni cette ressource.

Financement en libre accès fourni par Helmholtz Zentrum München - Centre de recherche allemand pour la santé environnementale (GmbH).

Ces auteurs ont contribué à parts égales : Kimberley El, Jonathan D. Douros.

Duke Molecular Physiology Institute, Durham, Caroline du Nord, États-Unis

Kimberley El, Ashot Sargsyan, Alex Chen, Donald Wothe, David A. D'Alessio et Jonathan E. Campbell

Centre de recherche Novo Nordic, Indianapolis, IN, États-Unis

Jonathan D. Douros, Bin Yang et Brian Finan

Laboratoires de recherche Lilly, Eli Lilly and Company, Indianapolis, IN, États-Unis

Francis S. Willard, David B. Wainscott et Kyle W. Sloop

Institut du diabète et de l'obésité, Helmholtz Zentrum München, Neuherberg, Allemagne

Aaron Novikoff, Callum Coupland et Timo D. Muller

Centre allemand de recherche sur le diabète (DZD), Neuherberg, Allemagne

Aaron Novikoff, Callum Coupland et Timo D. Muller

Département de médecine interne, Université de Cincinnati College of Medicine, Cincinnati, OH, États-Unis

Diego Pérez-Tilve

Helmholtz Zentum München, Neuherberg, Allemagne

Mattias H. Tschöp

Université technique de Munich, Munich, Allemagne

Mattias H. Tschöp

Division d'endocrinologie, Département de médecine, Duke University, Durham, Caroline du Nord, États-Unis

David A. D'Alessio et Jonathan E. Campbell

Département de pharmacologie et de biologie du cancer, Duke University, Durham, NC, États-Unis

Jonathan E. Campbell

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JDD, TDM, KWS et JEC ont conçu l'étude. KE, FSW, AN, AS, DPT, DBW, BY, AC, DW et CC ont mené l'enquête. FWS, JDD, AN, TDM, FWS et JEC ont effectué l'analyse et l'interprétation. JDD, DAD'A., TDM, KWS et JEC ont rédigé le projet original. Tous les auteurs ont révisé, édité et approuvé le manuscrit final. JDD, MHT, BF, DAD'A., KWS, TDM et JEC ont contribué au financement de l'acquisition et de l'administration. JEC assume la responsabilité principale des données décrites dans ce manuscrit.

Correspondance à Kyle W. Sloop, Timo D. Müller ou Jonathan E. Campbell.

Le groupe Campbell reçoit des fonds pour la science fondamentale de Novo Nordisk et Eli Lilly. Le groupe Müller reçoit un financement pour la science fondamentale de Novo Nordisk. FSW, DBW et KWS sont des employés d'Eli Lilly. JDD, BY et BF sont des employés de Novo Nordisk. DAD a été consultant ou conférencier au cours des 12 derniers mois pour Eli Lilly et Structure Therapeutics. JEC a été consultant ou conférencier au cours des 12 derniers mois pour Structure Therapeutics. Les autres auteurs ne déclarent aucun intérêt concurrent ou conflit d'intérêts.

Nature Metabolism remercie Nigel Irwin et Stefan Offermanns pour leur contribution à l'examen par les pairs de ce travail. Rédacteur en chef de la manipulation principale : Christoph Schmitt, en collaboration avec l'équipe de Nature Metabolism.

Note de l'éditeur Springer Nature reste neutre en ce qui concerne les revendications juridictionnelles dans les cartes publiées et les affiliations institutionnelles.

A) Test de tolérance intrapéritonéale au glucose (IPGTT) chez des souris de type sauvage (WT). Les souris ont été prétraitées 2 heures avant le glucose avec du PBS ou un antagoniste de GIPR, 1 heure avant le glucose avec du PBS ou de l'acyl-GIP (dose de 3 ou 10 nmol/kg). Du glucose a été administré après un jeûne de 5 heures à 1,5 mg/kg. L'aire intégrée sous la courbe (iAUC) a été calculée en utilisant la mesure de la glycémie immédiatement avant l'administration de l'antagoniste PBS/GIPR. dose de 3 nmol/kg : PBS/PBS, n = 7 ; PBS/Acyl-GIP, n = 6, GIPR Antag/Acyl-GIP, n = 6. Dose de 10 nmol/kg : PBS/PBS, n = 7 ; PBS/Acyl-GIP, n = 8, GIPR Antag/Acyl-GIP, n = 7. B) Une courbe dose-réponse pour le tirzepatide lors d'un IPGTT chez des souris WT. (n = 5/groupe) B) Tirzepatide lors d'un IPGTT chez des souris knock-out WT et Glp1r. (n = 8/groupe) C) 30 nmol/kg de tirzepatide chez des souris WT traitées avec un antagoniste du GLP-1R (Jant-4), du GIPR ou des deux. N = 8/groupe. Toutes les valeurs sont moyennes +/- SEM. Les tests statistiques suivants ont été utilisés : A, B et D) ANOVA unidirectionnelle avec le test posthoc de Tukey, C) ANOVA bidirectionnelle avec le test posthoc de Tukey.

Données source

Deux ensembles de donneurs indépendants d'îlots humains ont été stimulés avec 30 nM de tirzepatide (TZP) en présence de concentrations de 1 μM d'exendine (9-39) (Ex9), hGIP (3-30) (GIPR Ant) ou la combinaison. L'aire intégrée sous la courbe (iAUC) a été calculée pour la sécrétion d'insuline stimulée par le glucose et le tirzepatide en utilisant la valeur du premier point dans le temps comme ligne de base. Toutes les valeurs sont moyennes +/- SEM, n = 3/groupe. Une ANOVA à un facteur avec le test posthoc de Tukey a été utilisée.

Données source

Les îlots humains ont été stimulés avec du tirzepatide ou du hGIP en présence de l'antagoniste du GIPR (GIPR Ant - panneau de gauche) ou de l'exendine (9-39) (Ex9 - à droite). Le tirzepatide a été utilisé à 30 nM et les antagonistes ont été utilisés à des concentrations de 1 μM. Toutes les valeurs sont moyennes +/- SEM, n = 3/groupe pour l'antagoniste GIPR et 6/groupe pour Ex9. Une ANOVA à deux facteurs avec le test posthoc de Tukey a été utilisée.

Données source

Les îlots humains ont été traités avec 30 nM de hGIP ou 3 mM d'acides aminés (combinaison de glutamine, arginine, alanine et leucine), individuellement ou en combinaison. Toutes les valeurs sont moyennes ± SEM, n = 3/groupe. Une ANOVA à deux facteurs avec le test posthoc de Tukey a été utilisée.

Données source

Classeur Excel avec données brutes

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Réimpressions et autorisations

El, K., Douros, JD, Willard, FS et al. Le co-agoniste de l'incrétine, le tirzepatide, nécessite un GIPR pour la sécrétion d'hormones par les îlots humains. Nat Metab (2023). https://doi.org/10.1038/s42255-023-00811-0

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Reçu : 21 novembre 2022

Accepté : 21 avril 2023

Publié: 05 juin 2023

DOI : https://doi.org/10.1038/s42255-023-00811-0

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